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Daños en las hojas del mirto silvestre después de la exposición a la radiación de antenas de telefonía móvil de voz

Stop contaminación electromagnética
Publicado por en Estudios cientificos ·
Tags: EfectosenarbolesradiacióndealtafrecuenciaefectosenseresvivosafectacióndeGSMradiacionesenmirtocontaminacionelectromagneticaelectrosensibilidadefectosenplantasyarboles
Cuando me preguntaron por los daños en en la flora y fauna silvestre, me sorprendi, porque solo pense que afectaba a animales grandes y personas, esto ya hace muchos años, y desde entonces he ido descubriendo la cantidad de estudios relacionados con el daño a los arboles y demás. Por supuesto se esconde y no interesa, aquí os dejo con él.

Os dejo con este estudio recierte que es el efecto de la telefoní móvil GSM la de las antenas rectangulares, las más extendidas y las más conocidas.

Antenas base de telefonía móvil GSM a 360º por Joan Carles López

Analicemos y conozcamos el arbusto del estudio


Mirto común
(Myrtus communis)
El mirto, arrayán o murta (Myrtus communis) es una planta de la familia de las Myrtaceae, nativa del sudeste de Europa y del norte de África.



Arbusto siempre verde y aromático de hasta 5 m de fuste, de follaje compacto. Las hojas son opuestas, coriáceas, cortamente pecioladas, de borde entero, ovales o lanceoladas, de color verde oscuro por el haz y más claro por el envés, con glándulas oleíferas transparentes en el limbo foliar. Flores blancas, solitarias sobre largos pedúnculos axilares, con cinco pétalos y cinco sépalos, muy aromáticas de 1 a 2 cm de ancho. Los estambres son amarillos. Florece en primavera. El fruto es una baya comestible redondeada de 1 a 1,5 cm de diámetro, de color azul oscuro pruinoso al madurar, acompañado del cáliz en la parte superior. Tiene muchas semillas, que son dispersadas por los pájaros que se alimentan de ello.

Es un arbusto que se cultiva como planta ornamental y decorativa, por lo que esta en la mayoría de jardines parques, o zonas urbanas y de presencia humana.

Aikaterina L. Stefi a Dido Vassilacopoulou b Lukas H. Margaritis c Nikolaos S. Christodoulakis a

Las plantas maduras de mirto se expusieron a radiación GSM durante 30 minutos, a intervalos de 48 horas, durante 50 días.

Se observó acumulación de metabolitos secundarios en las hojas expuestas.

El contenido de pigmento fotosintético disminuyó en las hojas expuestas.

El estrés oxidativo (ROS) aumentó en las hojas expuestas.

El aumento significativo del nivel de DDC se registró solo en las hojas expuestas.


Resumen

Los teléfonos móviles se convirtieron en la forma más común de comunicación pública. Por lo tanto, la vida en nuestro planeta continúa envuelta en una "nube" de radiaciones no ionizantes. Myrtus communisL. es un arbusto de hoja perenne, común en las formaciones mediterráneas, expuesto y adaptado a dos tensiones ambientales estacionalmente diferentes y cualitativamente diferentes. Por lo tanto, consideramos que es importante investigar la respuesta de esta especie tolerante a las radiaciones no ionizantes emitidas por GSM y compararla con los datos ya disponibles de especies de plantas investigadas exhaustivamente. Aunque las hojas de las plantas expuestas presentan una disposición tisular no afectada, sus células mesófilas acumulan grandes cantidades de metabolitos secundarios, sus pigmentos fotosintéticos se reducen drásticamente, las ROS contadas aumentan significativamente y la presencia de DDC, que no puede detectarse en las hojas del plantas de control, se registra en altos niveles.

1 . Introducción

Considerando que el ambiente de radiofrecuencia natural de la Tierra ha permanecido más o menos inalterado dentro de la vida de los árboles modernos desde antes de 1800, los principales componentes de este ambiente fueron las emisiones de radio del espacio (ruido galáctico), las descargas eléctricas dentro de la atmósfera (ruido atmosférico). y el pequeño de radiofrecuencia componente (RF) del sol ( Haggerty, 2010 ). Por lo tanto, podemos suponer que las plantas han evolucionado aprendiendo a utilizar estas señales ambientales e interceptar la radiación electromagnética (luz) para regular sus funciones circadianas y estacionales ( Haggerty, 2010).) Esta es probablemente la razón principal por la cual el impacto de la radiación de radiofrecuencia en las plantas ha recibido poca atención y los efectos fisiológicos se han considerado, de manera bastante arbitraria, insignificantes ( Waldmann-Selsam et al., 2016 ).

Los campos electromagnéticos de alta frecuencia (HF-EMF, es decir, frecuencias de 300 MHz a 3 GHz, longitudes de onda de 1 ma 10 cm) son principalmente radiaciones electromagnéticas no ionizantes producidas por el hombre que no se producen de forma natural en el medio ambiente ( Vian et al. ., 2016 ). Están cada vez más presentes debido al rápido desarrollo de la tecnología inalámbrica, como Wi-Fi, varios tipos de dispositivos conectados y teléfonos celulares. En cuanto a lo posterior, al desaparecer el siglo XX, la cantidad de usuarios de teléfonos móviles aumentó de 2.2 a 5.900 millones entre 2005 y 2011 ( Choi, 2012 ). Aproximadamente cuatro proveedores de servicios de telefonía móvil existen en cada área geográfica determinada ( Hyland, 2005).) En consecuencia, el número de estaciones base también se incrementó para apoyar el tremendo crecimiento de usuarios de teléfonos móviles ( Organización Mundial de la Salud, 2006 ), por lo que los campos electromagnéticos no ionizantes de alta frecuencia (HF-EMF) están cada vez más presentes en el medio ambiente y los organismos vivos de el mundo civilizado se desarrolla dentro de una "nube" de radiaciones no ionizantes.

Se presta mucha atención a los efectos de esta radiación en la vida humana y la salud ambiental ( Roux et al., 2006 ; Pietruszewski et al., 2007 ; Sheridan et al., 2010 ; Sharma y Parihar, 2014 ) aunque la radiofrecuencia constituye un medio ambiente genuino estímulo para las plantas también. Este estímulo es capaz de provocar respuestas específicas, muchas de ellas similares a las observadas después de un tratamiento estresante ( Waldmann-Selsam et al., 2016).) Además, las plantas demostraron ser un modelo sobresaliente para estudiar tales interacciones ya que su arquitectura (alta relación superficie / volumen) optimiza su interacción con el medio ambiente. Permanecen expuestos a la radiación en una orientación constante en el campo electromagnético, debido a su incapacidad para moverse ( Vian et al., 2016 ), mientras que es posible documentar fácilmente los cambios a lo largo del tiempo, como estructura celular alterada, crecimiento y rendimiento ( Stefi et al., 2017a , 2017b ), ramas moribundas y cambios de color de las hojas. Estos daños pueden considerarse objetivos y no pueden atribuirse a factores psicológicos o psicosomáticos ( Waldmann-Selsam et al., 2016 ).

Durante el siglo pasado y actualmente, varios investigadores han investigado los efectos de la radiación electromagnética en las plantas, tanto en el laboratorio ( Harte, 1950 , 1972 ; Jerman et al., 1998 ; Lerchl et al., 2000 ; Sandu et al., 2005). ; Roux et al., 2006 ; Pietruszewski et al., 2007 ; Tkalec et al., 2005 , 2009 ; Beaubois et al., 2007 ; Haggerty, 2010 ; Pesnya y Romanovsky, 2013 ; Sharma y Parihar 2014 ; Cammaerts y Johansson, 2015 ; Kumar et al., 2015 ;Stefi et al., 2016 , 2017a , 2017b ), y en el campo ( Bernatzky, 1986 ; Volkrodt, 1987 , 1991 ; Selga y Selga, 1996 ; Balodis et al., 1996 ; Haggerty, 2010 ). Para ambos tipos de estudios, la mayoría de las veces, se han informado efectos perjudiciales, incluso para la exposición a la radiación débil ( Halgamuge, 2017 ).

Hace tiempo que se documentó que las plantas mediterráneas, tanto las esclerófilas perennes ( Mitrakos y Christodoulakis, 1981 ) como las dimórficas estacionales ( Christodoulakis, 1989 ), están expuestas a dos tensiones ambientales estacionalmente diferentes y cualitativamente diferentes ( Mitrakos, 1980 ). En el verano, las altas temperaturas excluyentes y el ambiente árido , obligan al metabolismo de las plantas a pasar de la fotosíntesis a otras vías metabólicas secundarias para aliviar la célula del estrés oxidativo causado por los pigmentos ionizados P680. . Durante el invierno, las heladas son la otra condición estresante que parece tratarse de forma diferente por las esclerófilas perennes en comparación con los dimorficos estacionales.

A pesar del clima bastante hostil, las plantas esclerophyllous perennes del Mediterráneo se consideran muy productivas ( Mooney et al., 1970 ; Di Castri y Mooney, 1973 ; Mooney y Dunn, 1976 ). Esto es cierto solo cuando las condiciones ambientales son leves. Sin embargo, el clima mediterráneo no es tan generoso ( Mitrakos, 1980 ; Mitrakos y Christodoulakis, 1981 ) y los períodos de condiciones favorables, cuando se puede promover el crecimiento, son limitados e impredecibles ( Margaris, 1981).) Eventualmente, las formaciones de plantas mediterráneas se quedan cortas en la producción de biomasa. Esto se debe principalmente a las condiciones estresantes del largo y árido verano mediterráneo. Entre ellos está el exceso de radiación solar durante los meses de verano. La radiación solar excesiva causa daños a la luz solar, deshabilita la fotosíntesis y reduce fuertemente el crecimiento y la productividad ( Di Castri y Mooney, 1973 ; Margaris, 1981 ). Esta es la razón por la cual parece más que interesante una investigación sobre el efecto de la radiación EM adicional recientemente introducida de forma masiva, producida por numerosas torres de telefonía móvil asentadas en las áreas urbanas y el campo, que abarca el 95% de los territorios griegos. Por otra parte, el debate mundial sobre los efectos de la radiación EM en la vida animal y vegetal se potencia continuamente y los nuevos datos son siempre bienvenidos.

Myrtle (familia: Myrtaceae) es una especie esclerófila de hoja perenne bien adaptada a las condiciones climáticas mediterráneas. Es un arbusto o árbol pequeño que prolifera en las formaciones mediterráneas típicas, común en las tierras bajas de Grecia y por lo tanto muy a menudo expuesto a la radiación electromagnética no ionizante producida por los numerosos mostos telefónicos del sistema de comunicación celular en continua expansión.

La producción y acumulación de metabolitos secundarios , fenólicos en particular, es una característica común de las plantas mediterráneas ( Christodoulakis, 1992 , Fahn y Cutler, 1992 ). Los metabolitos secundarios tienen un papel de protección múltiple y las condiciones de estrés aumentan la biosíntesis de estos metabolitos que luego aparecen abundantes en las vacuolas en todas las células de la planta ( Mitrakos y Christodoulakis, 1981 ).

Después de la exposición al estrés por la sequía de verano , el mirto sigue el hábito de casi todas las especies mediterráneas ( Nikolakaki y Christodoulakis, 2007 ), con respecto a la activación de la vía del ácido shikímico . Esta ruta metabólica finalmente lleva a las plantas estresadas a producir varios metabolitos secundarios cuya biosíntesis es compartida por organismos animales y vegetales ( Tocher y Tocher, 1972 ; Iriti, 2013 ) incluyendo neurotransmisores animales, es decir, acetilcolina en Urtica spp ( Jaffe, 1970 ; Barlow y Dixon, 1973 ;Odjakova y Hadjiivanova, 1997 ). En mirto, estos metabolitos se acumulan dentro de las cavidades de las glándulas schizolysigen de las hojas o, principalmente, en forma de precursores de taninos fenólicos o varios tipos de taninos, dentro de las vacuolas de todas las células vivas, principalmente las de las hojas.

Por lo tanto, a) dispuestos a explotar los numerosos datos sobre la respuesta al estrés de las esclerófilas de hoja perenne del Mediterráneo, b) teniendo en cuenta que la radiación no ionizante demuestra ser un factor estresante para las plantas al interferir con sus vías metabólicas secundarias, c ) considerando a mirto como una planta de amplia distribución dentro de las áreas de clima mediterráneo, establecimos una serie de experimentos para investigar la respuesta de esta planta a la radiación producida por un sistema global de comunicaciones móviles (GSM - teléfono móvil). sobre los resultados con la esperanza de contribuir a la respuesta en un signo de interrogación global.

2 . materiales y métodos

2.1 . Material vegetal y configuración de radiación
Dos individuos de mirto que crecen en una formación de esclerófilos de hoja perenne mediterránea, en la vertiente occidental del monte Hymettus (37 ° 5800.80N, 23 ° 4707.35E, altitud 259 m), al noreste del área metropolitana de Atenas , se seleccionaron y las hojas jóvenes del período vegetativo anterior (otoño de 2016) se marcaron con etiquetas de plástico cada año.

Tan pronto como las hojas alcanzaron su madurez (20 días después de su aparición), se aplicó el procedimiento de radiación. Las hojas fueron irradiados con un teléfono móvil GSM MHz-1800 durante 30 minutos, en el modo de conversación, todos los lunes, miércoles y viernes, a las 08:00 am, desde 02 Nov, el año 2016 hasta el 21 de Dic el año 2016 (1er experimento - 49 días) y 20 Feb 2017 hasta 10 abr 2017(2º experimento - 50 días). El juego de manos (Motorola C115) se montó en un soporte de cuello de cisne con una abrazadera en el extremo del brazo de extensión flexible que facilitó la colocación del aparato en contacto con las hojas expuestas. También se montó una pequeña radio de transistor con control remoto a batería (Panasonic RF-H830) de cara al teléfono para proporcionar un sonido continuo, simular el modo de hablar y activar el auricular para transmitir hacia el mástil regional del teléfono. La radio estaba sintonizada en una estación de radio distante; por lo tanto, el sonido producido en realidad estaba lleno de parásitos de radio , un ruido prácticamente constante a gran volumen. Toda la construcción fue fijada firmemente en un trípode fotográfico resistente (Fig. 2 en la Placa 2 ). El valor promedio de la intensidad del campo E fue de 27 V / m., durante 6 minutos (según ICNIRP, 1998 ). Se registró el valor máximo de 58 V / m, mientras que los registros de fondo fueron tan bajos como 0,650 V / m. Las mediciones se tomaron con un analizador de espectro NARDA SRM3000 (Alemania) mientras la unidad GSM estaba transmitiendo. Las medidas complementarias, para verificación cruzada, se tomaron con un medidor de campo de banda ancha (TES-92, 50 MHz - 3,5 GHz, detector de radiación electromagnética - TES Electrical Electronic Corp. Taipei, Taiwán, ROC). Los valores registrados fueron idénticos.

Placa 2
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Placa 2 . (Figuras 2-7): configuración del experimento, recuento de glándulas en montículos enteros frescos y secciones transversales de los dos tipos de hojas (ambos experimentos) de mirto. Fig. 2. Se demuestra el teléfono GSM, el individuo marcado de mirto (1, en la parte inferior) y las hojas bajo exposición; Fig. 3. Microfotografía de baja ampliación de un soporte de hoja completa. Las glándulas están marcadas con círculos; Fig. 4. Sección transversal de una hoja de control ( 1er experimento). Se puede observar una glándula justo debajo de la epidermis adaxial ; Fig. 5. Sección transversal de una hoja expuesta (1 raexperimentar). Las células del mesófilo, impregnadas con material osmiophillic y una glándula, justo debajo de la epidermis adaxial, se pueden observar; Fig. 6. Sección transversal de una hoja de control ( 2º experimento). Se puede observar una glándula y un cristal justo debajo de la epidermis adaxial; Fig. 7. Sección transversal de una hoja expuesta (2 ° experimento). Se pueden observar las células del mesófilo, impregnadas con material osmiófilo y una glándula, justo debajo de la epidermis abaxial y algunos cristales debajo de la epidermis adaxial. ep ep : epidermis adaxial; ab ep : epidermis abaxial; pp : parénquima en empalizada; sp : parénquima esponjoso; Connecticut: tejido conductivo; gl : estructura secreta; cr : cristal.



La investigación de las hojas se programó y ejecutó como se indica en la Fig. 1 .

Figura 1

Fig. 1 . Horario para la investigación de las hojas de mirto (ambos experimentos).

2.2 . Anatomía de la hoja - microscopía
Al final de cada experimento y cuando las plantas habían sido expuestas a veintidós (22) dosis de radiación, se cortaron cinco hojas del control y cinco de las plantas expuestas, al azar, una pieza del centro de cada una. la hoja se separó (se retiró el nervio central), se cortó en numerosas piezas pequeñas (1 × 1 mm) y se fijó en glutaraldehído al 3% tamponado con fosfato (pH 6,8) a 0 ° C durante 2 h. El tejido se fijó después, durante la noche, en tetróxido de osmio al 1% en tampón de fosfato . Algunas piezas del tejido fijado se deshidrataron en series de acetona graduada , punto crítico seco, recubiertas con oro y vistas con un microscopio electrónico de barrido JEOL JSM-6530 . El resto del tejido se deshidrató en graduadoserie de etanol e integrado en Durcupan ACM (Fluka, Steinheim, Suiza). Secciones de semitina, obtenidas de un LKB Ultrotome III, se colocaron sobre portaobjetos de vidrio y se tiñeron con azul de toluidina 0 0,5 (ensolución de bórax al 1%), como una tinción general, para observaciones microscópicas de luz. Se colocaron secciones ultrafinas sobre rejillas de 100 mallas, se tiñeron doblemente conacetato deuraniloycitrato deplomo(Reynolds, 1963) y se observaron con un microscopio electrónico de transmisión Phillips EM-300.

El procedimiento completo se repitió al final de cada experimento y el tejido de la hoja se sometió a un tratamiento idéntico, es decir, fijo, deshidratado, incrustado, seccionado, teñido y observado. Los resultados se registraron exhaustivamente para una evaluación y comparación inminente. La literatura para la fijación doble es citada en detalle por Christodoulakis et al., (2009) y Christodoulakis et al., (2010) .

Los procedimientos para la extracción de proteínas y la determinación de la concentración de proteínas se repitieron: 1) el primer día, después de la primera dosis de radiación , 2) en el medio del período de exposición cuando las hojas se habían expuesto a 11 dosis de radiación y 3) en el final del experimento, cuando se cumplió el proceso de radiación (22 dosis) (Fig. 1).

2.3 . Histoquímica

Las hojas frescas se seccionaron a mano o con un criótodo (Leica CM1850, Alemania) a -10 ° C y se tiñeron con reactivos histoquímicos: (a) tetróxido de osmio para lípidos insaturados ; (b) tricloruro de antimonio (SbCl _ { 3} ) para esteroides que contienen terpeno ; (c) vainillina / HCl para flavonoides ; (d) H 2 SO 4 concentrado para sesquiterpenos; (e) reactivo de Wagner para alcaloides ; (f) reactivo de Dittmar para alcaloides; (g) solución de yoduro de yodo para alcaloides; (h) bicromato de potasio para taninos ; (i) DMB (dimetoxi benzaldehídoo aldehído veratral) para precursores de taninos fenólicos; (j) cloruro férrico para polifenoles ; (k) vainillina / HCl alcohólica (prueba de vainillina) para compuestos fenólicos ; (l) 4-nitrosofenol en H concentrado 2SO4paramonoterpenos fenoles ; (m) reacción nitrosa para los taninos de catecol. Todas las manchas fueron igualadas por controles. La literatura sobre reacciones histoquímicas se cita detalladamente por Christodoulakis et al. (2009) yChristodoulakis et al. (2010).

2.4 . Extracción de proteínas y determinación de la concentración de proteínas
Las hojas de las muestras tanto de control como expuestas se separaron y molieron en nitrógeno líquido . La extracción de proteínas se realizó con tampón de lisis RIPA (Thermo Fisher Scientific Inc. - NYSE: TMO), las muestras se centrifugaron (12,000 × g , 30 min, 4 ° C) y los sobrenadantes se almacenaron a -20 ° C. La concentración de proteína total se determinó de acuerdo con el método de Bradford ( Bradford, 1976 ), usando albúmina sérica bovina (BSA) como estándar.

2.5 . Electroforesis en gel de SDS-poliacrilamida e inmunotransferencia

La electroforesis en gel de SDS-poliacrilamida y la inmunoblotting SDS-PAGE se realizaron en un aparato de electroforesis "Biorad Mini Protean" como se describe por Laemmli (1970), usando un gel de placa de poliacrilamida al 12%. La electroforesis se llevó a cabo a 120 V durante 2 ha temperatura ambiente. Después de la electroforesis, las muestras se transfirieron amembrana de nitrocelulosa (Towbin et al., 1979). La detección inmunológica de las proteínas se realizó de acuerdo con el método deBatteiger(Batteiger et al., 1982) y la posterior detección inmunológica se realizó usando los anticuerpos descritos a continuación.

2.6 . Anticuerpos

Un anticuerpo policlonal L- D opa D e C arboxilasa (DDC) específico producido contra la proteína humana purificada ( Mappouras et al., 1990 ) y el anticuerpo DDC obtenido de Ceratitis capitata (laboratorio del Prof. Dr. D. Vassilacopoulou, Universidad de Athens, GR - Bossinakou y Fragoulis, 1996 ) se usaron para inmunodetección.

2.7 . Protocolo de pigmentos
Los pigmentos de clorofila , de aproximadamente 50 mg de hojas, se extrajeron con 1 ml de acetona al 80%, durante la noche, a 4 ° C. El sobrenadante se transfirió a una cubeta de vidrio de 1 ml para la medición en un espectrofotómetro Shimadzu Europe UV-1700 . La absorbanciase registró en todo elespectro visible, de 400 a 700 nm. Nos enfocamos tanto en 663,6 como en 646,6 nm, que corresponden aclorofila-ayclorofila -brespectivamente ya 625 nm para la absorbancia declorofila -c. La cuantificación del contenido de pigmento se calculó utilizando loscoeficientes de extinciónmolarespecíficamente para este método (Gechev, 2013). Clorofila -a, e663.6  = 76.79 y e 646.6  = 18.58; clorofila -b, e 663.6  = 9.79 y e 646.6  = 47.04. El contenido total de clorofila se calcula con la siguiente fórmula y se normaliza por peso fresco: clorofila a  + b = 19,54A 646.6 + 8,29A 663 . Para beta carotenos y xantofilas, no hay ninguna fórmula disponible para la cuantificación; solo se utiliza el valor de absorbancia.

2.8 . Estimación total de ROS
Los niveles de ROS se midieron usando 10 mM del éster acetilo fluorescente sensible a oxidantes CM-H 2 DCFDA (diacetato de 5- (y-6) -clorometil-2, 7-diclorodihidrofluoresceína) disuelto en DMSO. CM-H 2 DCFDA es un indicador general de estrés oxidativo que puede ingresar a las células al penetrar la membrana celular a través de la difusión pasiva . Dentro de la célula, sus grupos acetato se escinden mediante esterasas intracelulares y la oxidación mediante ROS conduce a la formación de un producto DCF fluorescente, que puede detectarse mediante fluorometría.. El procedimiento fue el siguiente: los tejidos se homogeneizaron en nitrógeno líquido, se colocaron en un tubo de 2 ml con 1 ml de Tris-HCl 10 mM, pH 7,2 y se centrifugaron a 12,000 xg durante 20 minutos a 4 ° C. El sobrenadante se transfirió a un tubo nuevo de 2 ml y, posteriormente, las muestras se colocaron continuamente en una incubadora durante 30 min con CM-H 2 DCFDA diluido en Tris-HCl 10 mM a 37 ° C en la incubadora. Luego, se retiró el éster y se siguió la incubación durante 20 min en un Tris-HCl. Finalmente, los tejidos se lavaron tres veces con solución tampón PBS .

La medición de la fluorescencia se realizó en el sobrenadante con el sistema de fluorómetro VersaFluor (Bio-Rad, 170-2402, Hercules, CA) con filtro de excitación a 490 nm y emisión a 520 nm. Para los experimentos de recuperación, se probaron varios puntos de tiempo como ensayos antes de finalizar los valores más prometedores. En cada conjunto de experimentos, se usaron muestras duplicadas para las muestras expuestas y la misma serie incluyó muestras de control. El ROS total se expresó como unidades fluorescentes / μg de extractos proteicos ( Sunkar, 2010 ).

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